RT-qPCR实验教您如何保证RNA的质量

RT-qPCR实验教您如何保证RNA的质量

在RT-qPCR实验中，RNA提取完成后，需要对RNA的质量进行评估，合格后才可进行后续实验。评估方法有分光光度计，琼脂糖凝胶电泳，Agilent 2100分析等，其中常用的有分光光度计和琼脂糖凝胶电泳法检测。我们需要注意的是这两种方法需要搭配使用，才能完成对RNA浓度、纯度和完整度的检测分析，以保证RNA的质量。

分光光度计：

分光光度计主要用于测定RNA的浓度和纯度，但不能对RNA的完整度和基因组残留进行检测。其中，A260/280和A260/230是RNA纯度检测的重要参数，可根据其数值的波动，检测RNA的纯度：
1、1.9< A260/280< 2.1，说明RNA纯度较好；A260/280<1.9，表示RNA中可能有蛋白残留；A260/280>2.1，表示RNA可能有部分降解，可经琼脂糖凝胶电泳进一步确认。
2、2.0< A260/230< 2.2，说明RNA纯度较好；A260/230< 2.0，则说明RNA中可能有机试剂残留，如酚、乙醇或糖类等。

琼脂糖凝胶电泳：

琼脂糖凝胶电泳检测可以分析RNA的完整度，基因组和蛋白残留，但不能对RNA的浓度准确定量，也不能检测有机试剂的残留。以真核生物RNA模板为例：
1、 将RNA进行琼脂糖凝胶电泳，若胶图上只有28sRNA、18sRNA和5.8sRNA三条单一的条带，说明提取的RNA完整度良好。如果出现拖带的现象，表示RNA部分降解。
2、若胶孔和28sRNA条带之间出现单一明亮的条带，表示可能有基因组DNA残留。
3、若胶孔内出现条带，说明可能有蛋白等大分子物质残留。


逆转录
RNA提取完成后，需要反转成cDNA才能进行后续实验，所以反转步骤是*的。逆转录将从逆转录酶的选择和引物的选择进行介绍：

逆转录酶的选择：

常见代表性反转录酶有AMV RTase和MMLV RTase两大类：AMV RTase的RNase H活性强，合成长度短，合成量低，热稳定性好（42～55℃）；MMLV RTase的RNase H活性弱，合成长度长，合成量高，热稳定性差（37～42℃）。
由于RNase H酶具有降解RNA模板的功能，所以在逆转录时应该优先选择RNase H活性弱的MMLV ，而且后期经过基因工程改造，MMLV热稳定性已达到质的飞跃。以Yeasen的Hifair Ⅲ逆转录酶（11141）为例，该酶经基因工程改造，删除了RNase H活性，同时反应温度可达60℃，针对高GC及富含复杂二级结构的模板具有更高的反转录效率。

引物的选择：

通常RT primer可分为三类：oligo dT，随机引物和基因特异性引物。根据不同的实验需求选择适合的引物进行使用。

1、如果模板为真核生物来源，且后期cDNA用于常规PCR扩增，建议选择Oligo（dT）；若后续实验仅用于qPCR，建议将Oligo（dT）与随机引物混合后使用，可提高反转录效率。
2、如果模板为原核生物来源，反转录请选用Random Primers 或者基因特异性引物。

荧光定量

荧光定量主要从定量方法的选择、引物设计原则、ROX的选择、反应体系的配置和反应条件的设置等分别进行阐述： 
 

定量方法的选择：

定量方法分为相对定量和定量。相对定量可用于检测某种处理方法对基因表达的影响，检测基因在不同时间的表达差异和比较基因在不同组织中的表达差异；定量可对病毒中核酸的量进行检测等。大家在做实验时，一定要根据自己的实验选择合适的定量方法。